1．小鼠和大鼠
（1）尾尖取血将动物装在固定筒内，露出尾巴。将尾尖剪掉1～2mm（小鼠）或5mm（大鼠），然后自尾根向尖端按摩，血自尾尖流出。亦可先将鼠尾泡于50℃热水中，擦干后剪去尾尖，取血后用棉球压迫止血。此法可反复多次取血。小鼠每次可取血0．1，大鼠0．3～0．5ml。
（2）眼眶动脉和服眶静脉取血将动物头部按住并压迫眼球使突出充血后，以眼科弯镊或小止血钳迅速钳取眼球后，眼眶内很快流出血液。将血滴入玻璃器皿内或细玻璃离心管中，达到所需采用量后用棉球压迫眼眶止血。此法所取血量较多。
（3）眼眶静脉丛取血取血时左手抓住鼠两耳间头部皮肤。使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。右手持毛细管，将其尖端插入眼睑与眼球之间并向眼底方向移动，稍加吸引，血液即流入玻璃管中。取血完毕拔出毛细管，左手放松出血即停止，或棉球压迫止血。也可用眼科手术刀刺破眼眶内眦取血。
（4）断头取血用剪刀剪掉鼠头，立即将鼠头向下，提起动物，将血滴入容器内。
2．豚鼠
（1）心脏取血豚鼠背位固定，左手触摸心脏搏动最明显处。一般在胸骨左缘第4～6肋间隙，用注射针刺入心脏。血液即进入注射器内，取血宜迅速，以防血液凝固。
（2）背中足静脉取血
人固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直提到术者面前。术者将动物脚背面用酒精消毒，找出背中足静脉后以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手持注射针刺入静脉。采血后，迅速压迫止血。
3．家兔
（1）耳缘静脉取血以小血管夹夹紧耳根部，以乙醇擦拭，然后以粗大针头插入耳缘静脉取血，一次可采血5～10ml。
（2）耳中央动脉取血将兔置于固定箱内，在兔耳的中央有一条较粗，颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向进入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。一次可采血15ml。
（3）股静脉取血注射器平行于血管，从股静脉下端向心方向刺入，徐徐抽动针栓即可取血，一次可采血约10ml。
（4）颈动脉取血剥离出颈动脉，远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，用眼科弯剪将颈动脉剪一小口，将磨钝的8号或9号针头插入，用手术线将血管壁与针头扎好，针头连接注射器。打开动脉夹，可用注射器一次抽取20ml动脉血，再用动脉夹夹住近心端。如此重复操作可反复抽取3～4次。
（5）心脏取血穿刺部位是第三肋间腔，胸骨左缘3mm处。具体操作方法与豚鼠相同，每次取血不超过20～25ml。
4．犬和猫
可从前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉取血。Beagle犬可固定于手术台上，将头部固定，后肢拉伸，后肢小隐静脉取血。
5．鸽子
可从翼下静脉或右侧颈静脉取血。
六、实验动物的麻醉
在一些需手术的动物实验中，为消除疼痛、减少动物的挣扎，必须对动物采取麻醉。由于动物有种属差异，故采用的麻醉方法和麻醉剂亦有所不同。
1．麻醉剂的分类
动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。
（1）挥发性麻醉剂此类麻醉剂包括乙醚、三氯甲烷（氯仿）等。各种动物均适用乙醚吸入麻醉。其优点是麻醉量和致死量差距大，安全性好。麻醉深度易掌握，麻醉后易苏醒。缺点是对局部刺激作用大，上呼吸道分泌黏液多，影响呼吸、血压、心率，易引起窒息。
（2）非挥发性麻醉剂此类麻醉剂包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，以及氨基甲酸乙酯（乌拉坦）和水合氯醛等。使用非挥发性麻醉剂的优点是一次给药可维持较长麻醉时间，麻醉过程较平稳，缺点是苏醒较慢。
（3）中药麻醉剂此类麻醉剂包括洋金花、氢溴酸莨菪碱等。由于麻醉作用不稳定，需辅以佐剂，故多数实验室不选用。
2．实验动物的麻醉方法
（1）全身麻醉
①吸入法：多选用乙醚作为麻醉剂。用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器。麻醉时，将乙醚倒在棉球上迅速放入钟罩或箱内，让其挥发，放入待麻醉动物，约4～6min即可麻醉。麻醉后立即取出，并准备一个蘸有乙醚棉球的小烧杯，在动物麻醉变浅时套在鼻上使其补吸麻药。本法最适于大小鼠的短期操作性实验的麻醉。
②腹腔和静脉给药麻醉法：该法是实验室最常用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大鼠、小鼠和豚鼠，静脉给药多用于兔、狗。由于各麻醉剂的作用时间及毒性不同，故使用该法给药时，一定要严格控制药物的浓度和注射量。
静脉麻醉常用的注射部位：狗为后肢静脉，猫、家兔为耳静脉，大鼠、小鼠为尾静脉。
（2）局部麻醉局部麻醉一般应用0．5％～1．0％盐酸普鲁卡因注射，眼、鼻、咽喉黏膜表面麻醉可用2％盐酸可卡因溶液，滴入后数秒钟即可出现麻醉。
3．麻醉注意事项
（1）乙醚吸入麻醉时，由于乙醚燃点很低，遇火极易燃烧，所以在使用时，一定要远离火源。
（2）动物麻醉期间要注意保温，可用台灯照射等方法。
（3）麻醉剂在注射前应加热至动物正常体温水平。常用动物正常体温：大鼠为39．3℃±0．5℃；兔为38．4℃±1．0℃；猫为38．6℃±1．0℃。
（4）静脉注射时宜缓慢，配制的药液浓度要适中。
七、实验动物的处死
实验动物的处死包括颈椎脱臼法、空气栓塞法、大量放血法、心脏取血法、注射麻醉法、吸入麻醉法及二氧化碳吸入法。
（1）颈椎脱臼法用于小鼠。用镊子或手指压住小鼠头颈部，另一只手拉住尾巴快速用力拉向后上方，使之颈椎脱臼即可死亡。
（2）空气栓塞法多用于犬、猫、兔。用注射器将空气快速注入静脉，犬注入100ml。猫、兔注入20ml即可。
（3）心脏取血法用于豚鼠、猴等。用粗针头一次大量心脏取血即可。
（4）大量放血法可用于犬、猫、猴、鼠等。鼠可用眼眶动脉、静脉大量放血。犬、猫、猴可在麻醉状态下动脉放血。此法对剖杀动物采集病理切片标本是个好方法。
（5）注射麻醉法可用于犬、猫、兔、豚鼠等。应用戊巴比妥钠注射麻醉处死，犬、猫、兔用100mg／kg静脉注射，豚鼠用150mg／kg腹腔内注射。
（6）二氧化碳吸入法及吸入麻醉法用于大鼠、小鼠，但实验室不常用。
八、实验动物给药剂量的确定
药物的药理作用都是在一定剂量范围内产生的，如果剂量设计不当，有可能得出药物无效的结论，而实际上药物可能有效，只是没有找到合适的剂量范围。因此进行实验设计时，药物剂量的确定就显得尤为重要。
1．安全剂量的探索
首先使用小鼠作急性毒性实验，求出最大耐受量（MTD），然后按等效剂量的直接折算法计算出实验中所用动物的最大耐受量，取其1／5～1／3作为较安全的使用量。
2．剂量递增方案
对于非致死性毒性反应较明显的药物，可先采用较小的剂量（如LD（下标50））作预实验。试用后如未出现药效，也无任何不良反应，可将药物剂量递增。在离体器官上按3倍或10倍递增；在整体动物上每次增幅由100％递减至30％左右，直至出现明显药效或产生明显不良反应。具体方案见表2－14
表2－14剂量递增表
实验次数1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
剂量倍数1 2 3．3 5 7 9 12 16 21 28 38 50
进行药效对比时，一般选用中效剂量。如进行解毒或拮抗实验时，剂量应偏高一些；反之进行协同作用实验，剂量应偏低一些。
3．不同种属动物间的剂量换算
对于文献中有在其他种属动物使用剂量的药物，或知道人用剂量的药物，可通过剂量换算过渡到实验需用动物身上。
一般药理实验的动物千克体重剂量（mg／kg）是指规定种属的成年动物的剂量，动物种属不同时，每千克体重剂量也不相同，即使同种动物如果体重相差很大，或由成年动物估计幼年、老年动物，其每千克体重剂量也应进行调整。现介绍一种对任何体重动物都适用的“等效剂量直接折算法”，可以用于不同种属动物也可用于不同体重、同种动物的剂量换算，所得出的剂量可供参考使用。
表2－15不同种属的动物体型系数
动物种类小白鼠大白鼠豚鼠兔猫猴犬人
体型系数（R）59 90 99 93 82 111 104 100
举例：已知20g小白鼠给药量为3．2mg，求12kg家犬的每千克体重给药剂量。
（杜颖高华刘群丽蔡彤刘倩）